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运动医学分会---运动性活性氧:从毒性分子到细胞信号枢纽

来源: 发布日期:2011-10-27 18:52:01浏览:5125次

 

运动性活性氧:从毒性分子到细胞信号枢纽

张勇1  薄海1,3  姜宁1  丁虎1  文立1  刘树森2

1  天津体育学院运动医学研究所(天津 300381

2  中国科学院动物研究所生物膜与膜生物工程国家重点实验室(北京 100101

3  武警医学院生理教研室(天津 300162

Exercise-induced ROS: from Cell Toxins to Signaling Molecules

Zhang Yong1, Bo Hai1,3, Jiang Ning1, Ding Hu1, Wen Li1, Liu Shusen2

1 Tianjin Research Institute of Sports Medicine and Department of Health and Exercise Science, Tianjin University of Sport, Tianjin 300381, China

2 National Laboratory of Biomembrane & Membrane Biotechnology, Institute of Zoology, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100101, China

3. MedicalCollegeof Chinese People’s Armed Police Force,Tianjin300162,China

Abstract More and more evidences suggested that ROS are not only injurious by-products of mitochondrial metabolism but also essential participants in cell signaling and regulation during exercise. At low concentrations ROS induced expression of defence genes and adaptive. Acute effect of ROS was on maintaining of Redox homeostasis. A partial but immediate decline of mitochondrial ROS production may be triggered by recruited or constitutively present UCP which were activated by ROS. ROS also contributed to response of ROS-detoxification mechanisms. Another effect of signal of ROS was on regulation of exercise-induced mitochondrial biogenesis and fusion and fission, which was focused on the ‘Cross talk’ of signaling conduction between nuclear and mitochondria in the cell. In summary, ROS has pleiotropic activities. In the signaling role, they may influence diverse mitochondria function and proliferation, and cell processes. The magnitude of ROS generation, the state of activation of transmodulating signals, and the antioxidant status of the cell all likely influence the final outcome.

1982Davies等首次应用电子共振技术直接证明力竭运动后肝脏、肌肉中自由基明显增多[1]。运动科学界广泛接受了这样一个观点——运动诱导自由基大量产生使细胞处于氧化应激状态是运动疲劳的主要形成机制。线粒体历来被誉为真核细胞的动力站又是细胞活性氧自由基(Reactive Oxygen SpeciesROS的主要来源,特别是在线粒体富集的器官,如心肌、骨骼肌及脑。近年来研究表明,线粒体ROS产生不仅与导致炎症、肿瘤、衰老以及运动疲劳的氧化应激相关,而且作为细胞中普遍存在的信号分子参与了线粒体诸多生理过程调节。ROS可通过诱导敏感基因、磷酸化修饰、调控转录因子以及激活细胞因子等方式发挥其在运动过程中的信号调控效应[2]

一、维持线粒体活性氧稳态(ROS Homeostasis

线粒体是ROS产生的主要源泉和攻击的主要靶点。在运动应激过程中,线粒体ROS大量产生直接引起线粒体结构变化和功能下降,并引发氧化应激与线粒体功能丧失的恶性循环,最终导致机体疲劳。机体存在多种应对氧化应激的防御策略,而ROS被普遍认为是防御信号通路系列中一种重要信号分子[3]

(一)ROS与抗氧化酶

抗氧化酶是经典的ROS解毒物质,在线粒体内功能最为强大的即Mn-SOD。一定强度的急性运动可以刺激抗氧化酶的活性,这是细胞应对氧化应激的反应。而一个较强的运动负荷将诱发抗氧化酶基因的表达[4]。抗氧化酶对运动应激做出反应的机制尚不完全清楚。目前已确定两种转录因子AP-INF-kB在哺乳动物组织抗氧化酶基因表达信号中起重要的作用,而二者可被多种包括ROS在内的过氧化物所激活。Ji等的研究表明,在运动中增加的ROS可能刺激了AP-INF-kB与骨骼肌细胞核蛋白的结合,从而潜在地修饰抗氧化酶的基因表达[5]。此外,一些研究还发现运动中产生的ROS可使组织TNF-αIL-1β水平升高,从而在运动早期激活Mn-SOD,而在运动后期诱导Mn-SOD表达[6]ROS对抗氧化酶系的调节和作用是多位点、多层次的,且具有多种机制参与的复杂生理过程。

(二)ROS与线粒体呼吸链解偶联Uncoupling

近年的研究表明,线粒体中存在的一种温和解偶联(mild uncoupling)机制足以抑制ROS过量产生且不会大幅度降低ATP合成所依赖的线粒体跨膜电位(Dψ)。在某些细胞中,ROS增加可诱导解偶联蛋白(UCP)的表达,UCP介导的线粒体解偶联可将ROS水平降至稳态被视为一种代偿性机制,且存在一种快速应答机制在基因和蛋白水平激活UCP。关于运动过程中ROS生成与UCP活性及表达量上调的主要研究进展包括:急性运动中存在UCP活性和表达量快速上调并抑制ROS生成速率的现象,这种抗氧化效应优先于Mn-SOD,可作为运动抗氧化早期事件[7]UCP的具体抗氧化机制尚在争论,但剑桥大学Brand实验室的工作揭示超氧阴离子(O2-.)确实可通过激活UCP以增加线粒体质子导性,从而达到解偶联效应[8]过氧化物酶增殖体激活受体(PPAR)是UCP基因表达主要配体,急性运动可通过提高ROS或游离脂肪酸(FFA)水平激活该通路[9]我国学者刘树森提出的电子漏引起质子漏理论认为,呼吸链电子漏生成的O2-.起着内源质子转运体的作用,可直接跨膜产生解偶联效应[10]以上表明运动中线粒体可能存在一个ROS↑→UCP→质子漏→ROS↓的复杂精确的激活、诱导表达与抗氧化的反馈机制,其调控的信号转导途径和其在运动能量代谢调控中的确切的生理意义值得进一步研究。

二、细胞核线粒体信号转导交互作用(Cross talk

线粒体是真核细胞内一种具有遗传半自主性的细胞器。线粒体蛋白由线粒体基因(mtDNA)与细胞核基因(nDNA)共同编码,线粒体所有功能,包括ATP合成、线粒体生物合成以及线粒体融合分裂等都需要这两个空间分离的基因系统精确的Cross talk。近年来在运动、代谢病及衰老中的研究证实线粒体ROS扮演了两个遗传体系交流信使的角色。特别在慢性运动适应过程中,ROS通过其信号分子作用,持续、继发地激活下游的信号转导级联反应(Signal transduction cascades),启动细胞核编码的线粒体基因的转录,诱导线粒体的适应性变化线粒体生物合成,并可通过上调线粒体融合蛋白促进线粒体的融合。

(一)ROS与线粒体生物合成Mitochondrial biogenesis

    细胞中通过mtDNA和核nDNA双重信号控制不断发生线粒体新生增殖和解体来维持其动态的数量平衡和丰度恒定。最近研究发现心肌细胞线粒体生物合成的变化与肥胖状态下心血管疾病和心衰的发生与进展密切相关[11]。线粒体数目和/或功能的下降导致了代谢综合征中心血管系统的变化。ATP耗竭、胞浆Ca2+浓度升高及ROS生成的增加可能是运动诱导线粒体合成的启动因素,其中ROS扮演了重要角色[12]ROS可以调控核转录因子NFkBNRF-1NRF-2,从而参与线粒体基因表达。已知PPAR-g共激活因子-1aPGC-1a)能够调控许多细胞核编码的线粒体基因表达[13]。骨骼肌收缩能够激活p38MAPK,从而诱导pgc-1α 基因转录以及激活PGC-1a [14],运动氧化应激状态下,ROS生成增多,当ROS周期性的持续增加后,ROS可能通过p38MAPK-PGC-1α-NRFs-Tfam途径启动线粒体的生物合成[15]

(二)ROS与线粒体融合和分裂(mitochondrial fusion and fission

线粒体是细胞内具有活跃动态结构的细胞器,由于极其频繁的分裂与融合,线粒体形态上表现为从椭圆形(粒形)或长管状(线形)到网络状之间保持着此消彼长的动态平衡[16]。线粒体这种形态与结构动态性与生物体生长、遗传以及肿瘤、糖尿病、衰老等衰退性变化密切相关[17]。研究证实,诱导线粒体呼吸增加或外源性加入所导致细胞内ROS增多,可观察到线粒体快速分裂[18]Cartoni证实通过 PGC-1α-ERRα 途径可诱导线粒体融合蛋白2mfn2)基因的转录[19],而这条通路在线粒体生物合成的研究中已被证明可由ROS启动。这些研究表明ROS可调节线粒体的分裂和融合过程,使细胞建立更适度水平的分裂-融合-分裂的动态平衡,以维持细胞内相对恒定的健康线粒体数量阈值,从而保障细胞能量等生理功能的需求。最近的研究显示,一次急性运动诱导骨骼肌线粒体ROS显著增加和骨骼肌组织H2O2持续增加的同时,线粒体分裂基因fis1表达持续上升并维持到运动后的恢复期,而线粒体融合基因mfn1/2 表达在运动过程中持续下降,运动后恢复期逐渐上调[20]。这一初步结果表明,在以线粒体为中心的运动能量代谢过程中,ROS不仅可直接影响线粒体能量代谢,也可能作为细胞信号分子参与诱导线粒体分裂与融合基因的转录,通过影响线粒体结构和重构的动态平衡,进一步对线粒体能量代谢发挥更深远的调节作用。目前,运动科学有关线粒体融合与分裂的研究才刚刚起步,ROS在运动诱导线粒体融合蛋白表达中的作用和意义仍是未知数,需要进一步研究。

三、小结

通过以上简短的阐述,大家可以看到活性氧在运动的线粒体生理学适应中的复杂角色。研究者应从活性氧的数(质)量以及存在时间这两个维度来看待运动诱导ROS产生的生理效应。当ROS升高到无害的程度时,它们扮演着生命活动重要生理信号的角色;只有当ROS过多的产生,和/或抗氧化机制的减弱,才可能导致氧化应激及病理状况。另外,ROS作用的时间刻度也非常重要,既可调控能量转换的急性级联反应Energy transduction cascades,通过UCP和质子漏等调节线粒体膜电位,调整能量输出形式及促进线粒体分裂,保证线粒体正常结构和适宜的能量生成效率;又可启动信号转导的慢性级联反应,通过启动线粒体的生物合成以及建立更适度水平的分裂-融合-分裂的动态平衡,以产生更深远的线粒体生理学适应。随着对ROS参与细胞信号转导过程的认识不断深入,将使大家更为系统的了解线粒体与细胞能量代谢的关系,从而更加全面和深入地认知运动的健康适应性作用,也将为代谢性疾病、退行性疾病和衰老的运动防治寻找明确的靶向提供重要的理论依据。

参考文献:

1Davies KJ, Quintanilha AT, Brook GA. Free radical and tissue damage produced by exercise. Biophys Res Comm1982107:1198-1205.

2Darley-Usmar V. The powerhouse takes control of the cellthe role of mitochondria in signal transduction. Free Radic Biol Med2004,37(6)753-4.

3Jezek P, Hlavata L. Mitochondria in homeostasis of reactive oxygen species in cell, tissues, and organism. Int J Biochem Cell Biol200537(12):2478-503.

4Sen CK, Packer L. Antioxidant and redox regulation of gene transcription. FASEB J1996,10(7):709-20.

5Tonkonogi M, Fernstrom M, Walsh B, et al. Reduced oxidative power but unchanged antioxidative capacity in skeletal muscle from aged humans. Pflugers Arch2003446(2):261-9.

6Imoto K, Kukidome D, Nishikawa T, et al. Impact of mitochondrial reactive oxygen species and apoptosis signal-regulating kinase 1 on insulin signaling. Diabetes, 2006.55(5):1197-204.

7]张勇,张桂忠,姜宁,等. 急性运动中骨骼肌活性氧生成与解偶联的反馈调节. 中国运动医学杂志,2005,24:389-394.

8Echtay KS, Roussel D, St-Pierre J, et al. Superoxide activates mitochondrial uncoupling proteins. Nature, 2002,415(6867): 96-99.

9Murray AJ, Panagia M, Hauton D, et al. Plasma Free Fatty Acids and Peroxisome Proliferator-Activated Receptor {alpha} in the Control of Myocardial Uncoupling Protein Levels. Diabetes, 2005,54(12):3496-502.

10Liu SS. Cooperation of a "reactive oxygen cycle" with the Q cycle and the proton cycle in the respiratory chain--superoxide generating and cycling mechanisms in mitochondria. J Bioenerg Biomembr, 1999,31(4):367-76.

11Enzo Nisoli, Emilio Clementi, Michele O. Carruba, Salvador Moncada. Defective mitochondrial biogenesis: a hallmark of the high cardiovascular risk in the metabolic Syndrome?. Circ Res, 2007, 100:795-806.

12Hood DA, Irrcher I, Ljubicic V, Joseph AM. Coordination of metabolic plasticity in skeletal muscle. J Exp Biol, 2006,209(Pt 12):2265-75.

13Wu Z, Puigserver P, Andersson U, et al. Mechanisms controlling mitochondrial biogenesis and respiration through the thermogenic coactivator PGC-1. Cell, 1999, 98(1):115-24.

14Akimoto T, Pohnert Steven C, Li P, et al. Exercise Stimulates Pgc-1α Transcription in Skeletal Muscle through Activation of the p38 MAPK Pathway. J Biol Chem, 2005, 280: 19587–19593.

15Zhang Y, Ding H, Liu XR, et al. H2O2 is Probably Involved in Contractile Activity-induced Muscle Mitochondrial Biogenesis: Implication in Acute Exercise Protocol. Abstract of 4th Annual Scientific Meeting of ASMRM- Mitochondrial, Metabolism and life2007, February 2-4 Seoul, Korea.(p59-60)

16Shelly Meeusen, J. Michael McCaffery and Jodi Nunnari. Mitochondrial Fusion Intermediates Revealed in Vitro. Science, 2004, 305 :1747-1752.

17Chan DC. Mitochondrial Fusion and Fission in Mammals. Annu Rev Cell Dev Biol, 2006,22:77-99

18Yu T, Robotham JL, Yoon Y. Increased production of reactive oxygen species in hyperglycemic conditions requires dynamic change of mitochondrial morphology. Proc Natl Acad Sci U S A. 2006,103(8):2653-8.

19Cartoni R, Leger B, Hock MB. Mitofusins 1/2 and ERRα expression are increased in human skeletal muscle after physical exercise. J Physiol, 2005,567(1):349-358.

20Sun WD, Ding H, Liu XR, et al. Primary Investigation on Changes of Fusion and Fission and its Possible Relationship with Mitochondrial Energy Metabolism in Skeletal Muscle during a Bout of Acute Prolonged Exercise. International Conference on Mitochondrial Biomedicine and Chinese Mit’2006: Mitochondria and Health. 2006,4-6, Nov, Wenzhou, China. (PS6-8)

* 国家自然科学基金(No. 3027063830470837)资助。

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